2. PROCEDIMIENTOS DE TOMA DE MUESTRAS, MANIPULACIÓN, TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN.
2.1. MUESTRAS DE SANGRE
2.1.1. Sangre capilar
Las zonas más comunes de extracción son:
– Pulpejo del dedo de la mano (para determinaciones rápidas como la glucemia, grupos sanguíneos).
– Lóbulo de la oreja, sobre el borde inferior del pabellón auricular (Tº de sangría).
– Talón del pie, en recién nacidos o personas adultas con imposibilidad de obtención de la muestra en otras zonas (quemados, venas difíciles).
Material
– Lanceta estéril desechable o bolígrafo de extracción.
– Algodón o apósito estéril.
– Material de recogida (portaobjetos, tiras de glucemia, capilar heparinzado).
– Alcohol del 70% al 90%.
Procedimiento
– Informar al paciente.
– Colocarse los guantes desechables.
– Proceder al lavado higiénico de las manos del paciente, enjuagando y secando bien.
– Lavado higiénico del personal sanitario.
– Colocación de guantes estériles.
– Mantener la mano del paciente por debajo del nivel cardíaco.
– Provocar una hiperemia local frotando la zona de extracción o friccionando con un algodón impregnado en alcohol.
– Dejar secar al aire, sin soplar.
– Realizar la punción con rapidez, sin brusquedad y sin comprimir la zona para favorecer la salida de la sangre. Si la piel está cianótica o muy fría, no puncionarla hasta que esté acondicionada.
– Dejar fluir la sangre espontáneamente y desechar la primera gota.
– Emplear la segunda gota para el análisis.
– Recoger el equipo y material empleado depositándolos en los contenedores adecuados.
– Dejar acomodado al paciente y lavarse las manos, una vez desechados los guantes.
2.1.2. Sangre venosa
Material
– Sistema de extracción (jeringas y agujas intravenosas) o sistema de vacío (adaptador, agujas, tubos de vacío y portatubos).
– Goma elástica.
– Algodón o gasa estéril y tiritas.
– Alcohol del 70% al 90% y povidona yodada.
– Rotulador para identificar la procedencia de la muestra o etiquetas de identificación.
– Tiritas o algodón hipoalergénico.
– Recipiente de recogida de muestras y de depósito de desechos.
– Guantes desechables y/o guantes estériles.
Procedimiento
– Informar al paciente y las condiciones de ayuno (10 –12 h) antes de tomar la muestra.
– Rotular los tubos.
– Acomodarlo en posición adecuada (sentado o tumbado).
– Lavado higiénico de manos y colocación de guantes desechables.
– Lavar, si es necesario, la zona de punción, aclarar y secar.
– Colocar la goma elástica unos 10 cm. por encima de la flexura del codo.
Si la palpación es aún dificultosa, pedir al paciente que abra y cierre la mano varias veces y la mantenga cerrada.
– Colocación de guantes estériles.
– Desinfectar la zona de punción y dejar secar al aire.
– Realizar la punción venosa con una inclinación de 20º con el bisel hacia arriba y esperar a que se llene el cono de la aguja para asegurar la canalización del vaso.
– Si no se accede al vaso, no manipular la aguja, retirar y comenzar de nuevo la punción.
– Si el sistema no es de extracción al vacío, aspirar del émbolo lentamente para evitar la hemólisis.
– Si es de extracción al vacío, puncionar con la aguja adaptada al portatubos e ir cambiando de tubo sujetando el portatubos.
– Quitar la goma elástica antes de retirar la aguja para facilitar el retorno venoso y evitar la hemorragia.
– Comprimir la zona de punción.
– Colocar una tirita en el lugar de punción y acomodar al paciente.
– Depositar la sangre en los recipientes de recogida.
– Recoger el equipo y material empleado depositándolo en los contenedores adecuados.
– Lavarse las manos y dejar acomodado al paciente.
2.1.3. Sangre arterial Material
– Sistema de extracción (jeringa de gases heparinizada y aguja).
– Solución anestésica tópica o intradérmica.
– Solución desinfectante.
– Algodón o gasa estéril.
– Alcohol del 70% al 90%.
– Rotulador o etiquetas de identificación.
– Recipiente de depósito de desechos.
– Recipiente de recogida de muestras.
– Guantes desechables y estériles.
Procedimiento
– Informar al paciente de la técnica.
– Informarse de la funcionalidad de la coagulación del paciente. Si existieran alteraciones, no se debe realizar la técnica, está contraindicada.
– Proceder al lavado higiénico de la zona a puncionar, enjuagar y secar bien.
– Colocar al paciente en la posición adecuada (con la pierna, la mano o el brazo bien sujetos y apoyados debido a la presión que se ejercerá sobre ellos en la punción).
– Lavado higiénico del personal sanitario y colocación de guantes estériles.
– Aseptizar la zona y dejar secar al aire o con gasas estériles.
– Aplicar o infiltrar la anestesia.
– Mantener la zona de punción por debajo del nivel cardíaco.
– Probar el émbolo de la aguja varias veces.
– Palpar la arteria y sentir su pulso.
– Inmovilizarla con los dedos índice y corazón para fijarla al plano profundo.
– Puncionar con un ángulo adecuado (90º en la arteria femoral, 60º si es humeral y 45º si es la arteria radial) sobre la superficie de la piel de forma enérgica y rápida, pero no brusca, hasta que se acceda al vaso sanguíneo y se llene el cono.
– Si no se accede al vaso, no manipular con la aguja, intentar de nuevo la punción.
– Dejar fluir la sangre que llena la jeringa, evitando que entre aire.
– Retirar la aguja y sellarla con un tapón de goma. Colocar un apósito estéril en el lugar de la punción.
– Comprimir fuertemente la zona de punción hasta parar la hemorragia (5 min. si es la arteria humeral o radial y 10 min. si es la arteria femoral). Si la persona padece de trastornos de la coagulación, aplicar hielo o una bolsa de arena sobre el apósito estéril.
– Enviar la muestra directamente al laboratorio debidamente identificada.
– Recoger el material, lavarse las manos y acomodar al paciente.
2.1.4. Sangre para hemocultivo
Se realiza en condiciones de estricta asepsia y antes de instaurar tratamiento antibiótico. Si no se accede al vaso en el primer intento, es aconsejable utilizar un segundo equipo de extracción. Los volúmenes recomendados son: 1–5 ml/frasco en niños y 1-10 ml/frasco en adultos. Si se obtiene la muestra fuera de horario de laboratorio, debe guardarse la muestra en estufa a 37 ºC.
Material
– Frascos de cultivo.
– Jeringa (10 ml.).
– Aguja intramuscular.
– Compresor.
– Guantes desechables.
– Antiséptico.
– Gasas estériles.
– Etiquetas identificativas.
Procedimiento
– Informar al paciente del procedimiento.
– Elegir la zona de punción.
– Lavarse las manos y colocarse guantes desechables.
– Desinfectar la zona a puncionar.
– Colocar el compresor.
– Puncionar y realizar la extracción.
– Retirar la cubierta del frasco de recogida y aseptizar la zona donde se inoculará la sangre.
– Llenar al menos dos frascos por persona (aerobios y anaerobios).
– Homogeneizar la sangre con su contenido para evitar la formación de coágulos.
– Identificar las muestras y enviarlas al laboratorio.
– Recoger todo el material y desechar los guantes.
2.2. MUESTRAS DE ORINA
Cuando se solicita un análisis de orina se debe de especificar el tipo de analítica a realizar. Existen algunos casos en los que es preciso modificar ligeramente el protocolo de obtención de la muestra para garantizar sus óptimas condiciones.
A excepción del análisis microbiológico, no es necesario que la recogida de orina se realice en condiciones de esterilidad, aunque tiende a estandarizarse el método.
Para el urocultivo se extreman las precauciones y condiciones de asepsia en el equipo y en el procedimiento de recogida y manipulación.
2.2.1. Muestra para análisis elemental Material
– Equipo de higiene genital.
– Recipientes de recogida de muestra.
– Etiquetas de identificación.
– Guantes desechables.
Procedimiento
Debe recogerse la orina en ayunas y en la primera hora de la mañana, y en su defecto, tres o cuatro horas después de la última micción. Hay que previamente informar al paciente de las condiciones previas a la recogida.
Si la persona no puede colaborar:
– Lavarse las manos y colocarse los guantes estériles.
– Situar a la persona en decúbito supino y colocarle la cuña.
– Realizar la higiene genital y desechar la primera porción de la micción.
– Recoger unos 40 ml en el recipiente, etiquetarlo y enviarlo lo antes posible al laboratorio.
– Si no puede enviarse, refrigerarla a 4 ºC. Cuando se requiere un análisis de parásitos (protozoos) debe mantenerse a temperatura ambiente y no refrigerar la muestra.
Si es una recogida de muestra infantil (menor a 2 años):
– Se coloca la bolsa recolectora pediátrica en la zona púbicoperineana (excluyendo la zona perianal) previa higiene genital y si no orina en una hora se coloca otra bolsa.
– Se deposita la orina en un frasco estéril, se identifica y se envía al laboratorio.
Si la persona tiene sonda vesical temporal:
– Preparar el campo de recogida con condiciones de esterilidad.
– Retirar la bolsa de la noche y colocar una nueva.
– Recoger la orina matinal de la nueva bolsa.
Si la persona tiene sonda vesical permanente:
– Evitar tomar la muestra directamente de la bolsa de diuresis.
– Pinzar la sonda con unas pinzas de Kocher durante 30 – 60 min.
– Aseptizar una zona de la sonda (generalmente el cono de la sonda).
– Puncionar la sonda por la parte opuesta al conducto de entrada de aire al balón.
– Aspirar 10 ml de orina con una jeringa, depositar en el recipiente, etiquetarlo y enviarlo al laboratorio.
– El tiempo entre recogida y el procesado no debe superar la media hora en personas hospitalizadas.
2.2.2. Muestra para análisis de orina de 12/24h Material
– Equipo de higiene genital y guantes desechables.
– Recipientes de recogida (bote limpio de boca ancha graduado).
– Etiquetas de identificación.
Procedimiento
Paciente que controla la emisión de orina:
– Informar al paciente para la recogida tanto si está ingresada como en régimen ambulatorio. Si está ingresada o presenta dificultad, dirigir la recogida.
– Marcar un horario de recogida (comenzar a las 8 h de la mañana).
– Desechar la orina de la primera hora de la mañana (antes de las 8 h de la mañana).
– Realizar la higiene genital.
– Recoger en un frasco de boca ancha, teniéndolo abierto el menor tiempo posible, la orina de las 24 h siguientes, incluida la primera de la mañana del siguiente día de inicio.
– Si es orina de 12 h, comenzar a las 20 h y terminar a las 8 h del día siguiente.
Paciente con sonda vesical:
– Si el paciente lleva una sonda conectada a una bolsa de orina, es suficiente con poner la bolsa nueva a las 8 h y retirarla a las 8 h del día siguiente. Si llena más de una bolsa en este periodo, se
guarda en el recipiente de recogida de orina de 24 h en el momento del cambio de bolsa. Luego se suma este volumen con el que hay en la bolsa nueva a las 8 h.
2.2.3. Muestra por punción suprapúbica
Material
– Gasas estériles, antiséptico, guantes desechables y esparadrapo antialergénico estéril.
– Equipo de rasurado.
– Paño fenestrado estéril.
– Jeringa de 10 ml y agujas intramusculares.
– Anestésico local.
– Catéteres estériles de distintas medidas.
– Trócares.
– Hilo de sutura de seda con y sin aguja.
– Bolsa de diuresis con soporte.
Procedimiento
– Informar al paciente de la técnica, proteger su intimidad y solicitar su colaboración.
– Colocarlo en decúbito supino lavarse las manos y colocarse los guantes.
– Rasurar la zona púbica si es preciso tras lavarla con agua y jabón. Secarla y pincelarla con el antiséptico.
– Colaborar con el facultativo en el proceso (administración del anestésico, punción de la zona, colocación de la sonda, y conexión de la bolsa de diuresis).
– Comprobar que está bien sujeta a la piel con un punto de sutura.
– Limpiar, desinfectar y cubrir la zona con un apósito estéril.
– Sujetar la bolsa al soporte y éste a la cama evitando acodamientos en la sonda.
– Colocar la sonda por debajo del nivel de la vejiga.
– La muestra, una vez identificada con su etiqueta, se enviará al laboratorio en la misma jeringa de extracción lo más rápido posible y si no, se refrigerará.
2.3. MUESTRAS DE HECES
2.3.1. Muestra de un paciente con defecación voluntaria
Material
– Equipo de higiene, papel higiénico y guantes desechables.
– Recipientes de recogida de muestras y etiquetas de identificación.
– Depresor lingual.
Procedimiento
– Informar al paciente de la manera correcta de obtención de la muestra si acude a consultas externas, o informarle de la técnica si está ingresado pidiendo su colaboración.
– Asegurarse del estricto cumplimiento de la dieta prescrita en el caso de que la haya.
– Lavarse las manos, colocarse los guantes y colocar la cuña cuando el paciente lo requiera favoreciendo su intimidad.
– Esperar a que la persona defeque.
– Efectuar la recogida de una fracción de la muestra que sea homogénea y representativa del total.
– Si la muestra presenta una consistencia baja (semilíquida o líquida), entonces se debe de intentar defecar, si es posible, directamente al frasco de recogida.
– Identificar el frasco y enviar al laboratorio antes de una hora. Si no fuera posible, se debe refrigerar la muestra.
Si se debe realizar un análisis de parásitos (protozoos) y hay demora en el envío al laboratorio, la muestra no se debe refrigerar.
Si se va a realizar un coprocultivo y va a haber demora en el envío al laboratorio, sí se debe de guardar la muestra en el refrigerador.
El tamaño de muestra aconsejable es de unos 2 g si es sólida y unos 10 ml si es líquida.
2.3.2. Muestra de un paciente con defecación involuntaria o imposibilidad de defecación
Material
– Equipo de higiene, papel higiénico y guantes desechables.
– Hisopo o escobillón rectal y ampolla rectal.
Procedimiento
– Informar a la persona y preservar su intimidad.
– Colocarla en decúbito lateral.
– Colocarse guantes desechables previo lavado higiénico de las manos.
– Introducir el hisopo e impregnarlo del contenido fecal.
– Colocar el hisopo en la ampolla, cerrarla e identificarla correctamente.
– Realizar la higiene de la zona.
– Enviar la muestra al laboratorio.
2.4. MUESTRAS DE ESPUTO
2.4.1. Muestra en eliminación voluntaria
Material
– Frasco recolector estéril.
– Etiquetas de identificación y guantes desechables.
Procedimiento
– Informar a la persona solicitando su colaboración. La mejor muestra es la de la mañana.
– Si la eliminación de esputos resulta dificultosa, se recomienda realizar ejercicios de fisioterapia respiratoria (tos asistida, clapping o percusión) para facilitar la expulsión de secreciones bronquiales.
– Lavarse las manos y colocarse los guantes.
– Recomendar o colaborar en la higiene bucal.
– Acomodar a la persona en posición Fowler.
– Indicarle la necesidad de efectuar una tos productiva que favorezca la eliminación del esputo.
– Depositarlo en el recipiente de boca ancha sin tocar los bordes y cerrar herméticamente el recipiente.
– Identificarlo correctamente y enviarlo al laboratorio antes de 2 h. No guardar en nevera.
2.4.2. Muestra en eliminación involuntaria
Es la que se produce en pacientes inconscientes, intubados y/o traqueotomizados.
Material
El material necesario es el mismo que en el caso de la eliminación voluntaria, salvo que se complementa con un sistema de aspiración al vacío( sonda y bomba de vacío).
Procedimiento
– Si está consciente, explicar la técnica y solicitar su colaboración.
– Lavarse las manos y colocarse los guantes.
– Conectar el sistema de aspiración, introducir la sonda por las fosas nasales y realizar el procedimiento.
– Cuando se haya realizado parte la succión de secreciones, detener el sistema antes de retirar la sonda para que parte de la emisión quede en su interior.
– Retirar la sonda del sistema de vacío.
– Introducir la sonda en un frasco estéril procurando no tocar nada con los extremos y cortar unos 8 cm de la parte distal de la sonda con tijeras estériles.
– Cerrar herméticamente, identificar el frasco y enviar a analizar rápidamente.
2.5. MUESTRAS DE EXUDADOS
La técnica de obtención de exudados se conoce con el nombre de “frotis”, con diferente nombre dependiendo del lugar de obtención de la muestra (nasal, uretral, vaginal, faríngeo).
Material
– Guantes desechables.
– Agua, solución jabonosa y toallas.
– Solución antiséptica.
– Equipo de curas.
– Apósitos o gasas estériles.
– Tubo de muestra (con hisopo bacteriológico y medio de transporte).
– Etiqueta identificativa.
Procedimiento
– Realizar la higiene adecuada de la zona.
– Informar y solicitar la colaboración del paciente.
– Lavarse las manos y colocarse los guantes desechables.
– Una vez colocada la persona en la posición más adecuada, abrir el tubo y aplicar el escobillón o el hisopo en la zona donde está el exudado, efectuando movimientos circulares suaves para impregnarlo del mismo.
– Depositarlo en el frasco evitando tocar los bordes y apretar la ampolla para activar el medio de cultivo (si está indicado).
– Identificar la muestra y llevarla lo antes posible, nunca mas de 2h después de la obtención y no guardar en nevera, conservarla a temperatura ambiente.
2.6. MUESTRAS DE LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO (LCR)
No es una técnica que se realice frecuentemente debido a los riesgos que tiene hacia el paciente.
Material
– Solución antiséptica y gasas estériles.
– Agujas y jeringas para la administración del anestésico.
– Anestésico local.
– Trocar para la realización de la punción.
– Recipiente estéril para la recogida de muestras.
– Paños estériles y paños estériles fenestrados.
– Guantes estériles y desechables.
Procedimiento
– Explicar al paciente la técnica y solicitar su colaboración.
– Lavarse las manos y colocarse los guantes.
– Colocar al paciente tumbado en decúbito lateral con las rodillas flexionadas hacia delante y la cabeza también flexionada y colocada lo más cerca posible de las rodillas (posición fetal). Con esta postura se consigue que la columna esté en hiperflexión.
– Colocar un paño estéril debajo del paciente y otro fenestrado en la zona de punción.
– Desinfectar la zona con el antiséptico y administrar anestésico local.
– Se realiza la punción entre las vértebras lumbares 3ª, 4ª o 5ª con el trocar que lleva en su interior un fiador. Al quitar el fiador, saldrá LCR.
– La muestra se recoge en el frasco estéril, teniendo cuidado de no tocar el extremo de la aguja de punción.
– Etiquetar correctamente la muestra.
– Retirar el trocar y limpiar la zona, presionando con una gasa estéril.
– Después de la punción, el paciente deberá permanecer en reposo durante un tiempo en posición de decúbito supino.
2.7. MUESTRAS DE CONTENIDO GÁSTRICO Y DUODENAL
Para la obtención de muestras del interior del estómago y del duodeno, se precisa el sondaje del paciente.
Material
– Todo lo necesario para la realización del sondaje gástrico o intestinal (sonda, fonendoscopio, jeringa de alimentación, lubricante, gasas).
– Frascos estériles para la recogida de muestras y guantes desechables.
Procedimiento
– Explicar al paciente la técnica y solicitar su colaboración.
– Lavarse las manos y colocarse los guantes.
– Realizar el sondaje nasogástrico o nasoentérico, dependiendo del tipo de muestra que se requiera.
– Comprobar que la sonda está colocada adecuadamente.
– Obtener la muestra (en ayunas), aspirando el contenido con la jeringa a través de la sonda. La cantidad requerida estará comprendida entre los 10- 50 ml.
– Colocar la muestra en frascos estériles, debidamente etiquetados y enviar rápidamente al laboratorio. Se recogerán como mínimo dos muestras.
– Retirar el sondaje.
2.8. MUESTRAS DE LÍQUIDO SEMINAL
Debido a las características de esta recogida, la función del personal sanitario es fundamentalmente educativa. Se informará de las condiciones higiénicas y horarias (preferiblemente a primera hora de la mañana) de la recogida y se aconsejará abstinencia sexual de tres o cuatro días previos a la toma de la muestra.
El procesamiento es inmediato y por el tipo de análisis en el que se estudia a movilidad de los espermatozoides, la analítica se realizará antes de pasadas 2 horas desde la recogida.
2.9. MUESTRAS PARA NECROPSIAS
Una vez que la persona ha fallecido, pueden solicitarse por prescripción facultativa o por mandato judicial, algunas pruebas analíticas con el fin de determinar correctamente la causa de la muerte en los casos que se considere oportuno.
La toma se realizará con la mayor rapidez, evitando al máximo la manipulación del cadáver siempre que lo permitan las características de la persona o de su fallecimiento.
Antes de realizar cualquier toma, conviene aseptizar la piel y superficies serosas del corazón y otros órganos para lo cual se aplica la cauterización.
– Muestras de sangre: el volumen de muestra oscilará entre 10 – 20 ml y es aconsejable que sea tomada del lado derecho del corazón, depositándola en un frasco estéril.
– Muestras de tejidos: se toman cuñas de unos 6 cm aproximadamente que incluyan superficies serosas intactas y se remiten al laboratorio en frascos estériles o limpios, dependiendo del tipo de determinación.
– Muestra de líquidos: se aspiran con jeringas y se remiten éstas al laboratorio a la mayor brevedad posible.
2.10. TRANSPORTE DE LAS MUESTRAS
Dependiendo de las características de cada centro sanitario, hospital o laboratorio, así se va a organizar el procedimiento de transporte de las muestras biológicas para su análisis.
En los grandes hospitales, las muestras suelen ser transportadas mediante un sistema de tubos neumáticos. Dichos tubos, son unos compartimentos de plástico (forrados de gomaespuma para proteger las muestras) que tienen capacidad para un número determinado de muestras, que se van a desplazar a lo largo de un complejo sistema de tuberías desde las diferentes secciones o servicios donde se ha realizado la toma de muestras hasta el laboratorio.
También se utiliza en los grandes hospitales el sistema de entrega en mano.
En estos casos, es una persona la que se encarga de recoger las muestras extraídas y llevarlas personalmente al laboratorio.
Cuando la toma se hace en un lugar diferente al laboratorio donde se realizará el análisis, se utilizarán cajas especiales de transporte resistentes a golpes, donde se colocarán las muestras.
Cuando es necesario que las muestras estén refrigeradas, se utilizarán cajas especiales que deben llevar refrigerante en su interior. Es importante no romper la cadena del frío para evitar que la muestra se altere.
Si las muestras conllevan un riesgo de contaminación, habrá que tener en cuenta las normas vigentes especiales para este tipo de casos. Las muestras deberán ir muy bien protegidas y con severas medidas de seguridad.
